靶点结合（Target Engagement）是贯穿药物研发全流程的核心验证指标，其通过精准量化药物-靶点相互作用特性，显著提升研发成功率并降低风险。本文系统梳理了靶点结合检测技术选择框架，为临床前研究提供关键决策支持，助力实现理性、高效的药物开发。由于文章篇幅较长，为了避免阅读疲劳，将分多期发表。

前篇链接：

 早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(一)

 早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(二): 热分析技术

 早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(三): 生物传感技术

 早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(四): 质谱技术

早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(五): NMR核磁共振技术

  结构生物学：解析蛋白质-配体复合物结构的技术方法。X射线晶体学作为传统金标准，能以原子分辨率解析蛋白质全结构及结合化合物；冷冻电镜（cryo-EM）正快速发展为结构解析的新兴技术；小角X射线散射（SAXS）虽较少用于蛋白质结构观测，但对难结晶蛋白及全局构象变化研究具有独特价值。AlphaFold平台通过氨基酸序列预测蛋白质折叠，正在变革计算结构生物学领域，其预测结果可辅助电子密度图的结构建模。

  6.1 X射线晶体学
      当X射线与蛋白质晶体中的电子相互作用时产生衍射，形成特征衍射图案，经转换可获得电子密度图（图29）。研究人员通过将蛋白质模型拟合至电子密度图并逐步优化，最终解析结构。该技术虽不提供定量信息，但其原子级分辨率能清晰展现蛋白质-配体复合物的关键结合相互作用，为基于结构的理性药物设计及构效关系（SAR）分析提供不可替代的支撑。

Figure 29. X-ray crystallography of protein–ligand complexes. Crystals of protein–ligand complexes are grown and optimized. They are then subjected to an X-ray beam to create a diffraction pattern which is used to generate an electron density map. Models of the protein are fitted to the map and refined to resolve the structure.

    X射线晶体学需要获得衍射级晶体，但晶体生长难度较高且蛋白消耗量大。不过，新兴技术（如低温冷却、微聚焦光束线及新型探测器）正逐步降低蛋白需求量。

    除共结晶法（在蛋白与小分子结合状态下生长晶体）外，还可通过晶体浸泡法（将配体或配体混合物浸泡至蛋白晶体中）进行X射线筛选。该方法通过对比有无配体的电子密度图生成差值电子密度图，可自动化分析小分子或片段结合情况，并直接确定结合位点。需注意的是，晶体学仅提供蛋白-配体复合物的固态结构“快照”，其溶液状态结构可能存在差异。

  6.2 串行晶体学（SX）

  传统X射线晶体学需从单一冷冻晶体获取完整数据集，而串行晶体学（SX）通过整合多个未冷冻晶体的衍射数据完成结构解析。SX对晶体尺寸要求更低，且无需优化冷冻保护条件（。该技术仍在发展中，例如X射线自由电子激光（XFELs）已实现微米/纳米级晶体的室温分析。

  6.3 冷冻电镜（Cryo-EM）

  冷冻电镜（Cryo-EM）在分辨率和通量上正逐步比肩X射线晶体学，尤其适用于大分子蛋白（>150 kDa）和难结晶蛋白（如膜蛋白）。其流程为：将蛋白样品薄层铺于载网，经液态冷冻固定溶液构象，再通过电子束散射成像，最终整合多角度2D图像重构3D电子密度图（图30）。与晶体学类似，需将蛋白模型与电子密度图拟合以解析结构。随着分辨率和建模技术的提升，冷冻电镜已能直接观测蛋白-配体相互作用。

Figure 30. Cryo-EM uses electron scattering of frozen protein solutions to create 2D images of proteins which are aligned and averaged to make a 3D electron density map.

  冷冻电子断层扫描（Cryo-ET）是一种新兴技术，首次实现了细胞原位环境下大分子的直接观测。随着样本制备与数据处理技术的改进，Cryo-ET未来有望解析小分子-蛋白相互作用。

  6.5 小角X射线散射（SAXS）

    SAXS通过分析溶液中自由旋转分子对X射线的瑞利散射（散射前后能量不变），生成反映原子间平均距离分布的散射谱（图31）。在药物-靶标结合研究中，通过扣除空白缓冲液的散射背景，可获得蛋白-配体复合物的差异散射模式，进而解析蛋白折叠/去折叠、寡聚态及构象柔性等结构信息。

Figure 31. SAXS of protein ligand complexes in solution. a) An X-ray beam is diffracted by freely rotating proteins in solution. b) The shape of the intensity vs vector plot can provide information directly or derivatizations of the data can provide further insight.

  SAXS特别适用于获取结晶失败的蛋白质的结构信息。它可以用于分析从千道尔顿到吉道尔顿范围内任何大小的蛋白质，不过溶液必须足够稀释以最小化分子间效应，且缓冲液必须与样品精确匹配。为了确定蛋白质-配体相互作用，在缓冲液中存在蛋白质、配体和蛋白质-配体复合物的平衡混合物，散射图谱代表了这些不同组分的线性贡献。当通过实验或计算获知每个组分的散射强度时，软件可以计算混合物中各组分的体积分数。因此可以通过配体滴定曲线来确定KD值。配体的溶解度非常重要，因为不溶性化合物可能会堵塞流体系统并导致无法使用的SAXS数据。

  SAXS可以与尺寸排阻色谱（SEC-SAXS）联用，其中从SEC柱洗脱的样品通过毛细管连续快速地暴露在X射线下。时间分辨SAXS技术最近也崭露头角，用于监测蛋白质-配体结合的结构动力学。由于难以开发稳健的方法，SAXS并未广泛应用于针对蛋白质靶标的配体筛选。尽管如此，使用同步辐射光束线，已对组氨酸结合蛋白（HisBP）进行了化合物滴定实验，以监测配体结合时的结构变化，通量可达每天20至100个化合物。

  一种类似的技术是小角中子散射（SANS），它使用中子束（中子与原子核发生散射）而非X射线（X射线与电子发生散射）。然而，由于中子源强度较低，极大地限制了通量，因此SANS的应用并不广泛。

  6.5.微流控调制光谱（MMS）

  MMS是一种红外（IR）光谱工具，可用于确定蛋白质的二级结构。它观察IR光谱中1600至1700 cm–1范围内的酰胺C═O区域，并实时与参考缓冲溶液（图32a）进行比较，从而得到差示光谱（图32b）。蛋白质氨基酸骨架上不同酰胺（如β折叠、α螺旋等）的伸缩频率是不同的。因此，如果配体的结合改变了蛋白质的二级结构，MMS可用于监测蛋白质-配体结合（图32c）。MMS可以识别蛋白质是否发生解折叠或聚集，因此也可用于观察添加配体后蛋白质热稳定性（Tm变化）的差异。

Figure 32. Microfluidic modulation spectroscopy. a) MMS takes an IR spectra of a protein solution and compares it in real time to a buffer solution by modulating between the sample and buffer solution and producing a difference spectrum. b) The difference spectrum is the IR absorbance in the amide C═O region of the sample minus the buffer solution. c) Difference spectra can be compared with and without ligand to show different levels of protein secondary structures.

  7. 共振能量转移Resonance Energy Transfer (RET)

  RET（非辐射能量转移）是一种从供体到受体的能量转移过程，要求供体和受体分子必须处于近距离（10-100 Å范围内），已被广泛应用于检测蛋白质与配体的结合。RET可通过荧光（FRET）或生物发光（BRET）实现。AlphaScreen是类似技术，但其能量来源于瞬态单线态氧而非直接来自供体分子。这些检测方法可微型化并通过荧光酶标仪读取信号，因此常用于高通量筛选（HTS）。但需注意，在荧光检测中，聚集可能导致信号散射并产生假阳性结果，添加去污剂可减轻此影响。

  7.1.福斯特/荧光共振能量转移（FRET）

  FRET的发生需要供体荧光染料的发射光谱与受体染料的激发光谱重叠。当蛋白质上的供体荧光基团被光激发后，能量会转移至配体上的邻近受体荧光基团（或反之），通过监测受体荧光信号实现检测（图33）。FRET检测传统上用于测定分子间距（FRET信号强度与供受体间距成反比），也可用于测定KD值。

Figure 33. Principle of FRET to determine ligand binding. When in proximity, a fluorescent donor dye on the protein can transfer energy to an acceptor fluorescent dye bound to a ligand or reporter probe which will then fluoresce. Displacement of a FRET reporter by a competitive ligand will cause a loss in FRET signal and allows unlabeled ligands to be tested.

  尽管FRET技术需要同时对蛋白质和配体进行标记，但通过竞争实验（监测报告探针被置换导致的FRET信号衰减，图33）可实现配体库的高通量筛选。目前已开发出基于FRET的高通量检测方法，用于识别破坏两个荧光标记蛋白间相互作用（PPI）的配体。

  除标记需求外，FRET的主要局限是背景荧光干扰。时间分辨荧光共振能量转移（TR-FRET）可有效解决这一问题。TR-FRET采用半衰期较长的镧系元素（如铕）作为荧光供体，通过监测TR-FRET受体分子探针的置换实现化合物库的高通量筛选。由Cisbio开发的均相时间分辨荧光（HTRF）是常用的TR-FRET检测技术。荧光寿命成像显微镜（FLIM）能最精确测量FRET信号，可用于追踪标记配体在细胞内的靶标结合情况（194）。研究证实，某些蛋白质中的天然色氨酸残基可作为本征FRET供体或受体（iFRET）来监测蛋白-配体相互作用。

  7.2. 生物发光共振能量转移（BRET）

  BRET技术通过生物发光能量转移克服了FRET的背景荧光和光漂白问题。在BRET系统中，生物发光供体为荧光素酶，其在O2和辅因子（如ATP）存在下催化荧光素氧化产生发光。与FRET不同，BRET通过添加底物（荧光素）而非光照激发，从而避免光漂白。该技术常用于活细胞成像，特别是监测蛋白质相互作用。

  nanoBRET是BRET的升级版本，采用高亮度荧光素酶（Nanoluc）搭配长发射波长荧光团，显著提高了发光强度和光谱分辨率。基于竞争实验设计的nanoBRET（图34）可实现活细胞内药物-靶标结合程度和驻留时间的定量分析。该竞争实验模式已开发用于小分子化合物和PPI抑制剂的高通量筛选。虽然较少用于动力学分析，但nanoBRET已成功测量GPCRs的结合动力学参数。HiBit作为纳米荧光素酶的小片段标签，通常作为免疫检测的替代方案用于蛋白质定量。当与"Lgbit"大片段结合时可产生生物发光，作为BRET检测的供体。该方案已成功应用于活细胞中膜结合褪黑激素受体的靶标结合研究。

Figure 34. Principle of competitive BRET. When a reporter molecule with an acceptor fluorophore label is bound to the protein with a pendant luciferase, BRET occurs. When the ligand binds it competes off the acceptor fluorophore probe resulting in a loss of the BRET signal.

  7.3. ThermoFRET与ThermoBRET

  ThermoFRET和ThermoBRET检测方法用于研究配体对膜结合蛋白（如GPCRs）热稳定性的影响。蛋白质首先通过去垢剂溶解，然后进行温度梯度处理。当温度达到熔解温度（Tm）时，蛋白质会发生解折叠，暴露出能够与巯基反应性受体染料结合的半胱氨酸残基，从而使供体与受体之间发生BRET或FRET（图35）。通过监测荧光信号，可以测定不同配体浓度下Tm值的变化。

Figure 35. Principle of ThermoFRET and ThermoBRET to determine ligand binding. A membrane protein which has been labeled with a FRET or BRET donor is solubilized by detergent. The temperature is increased which unfolds the protein and reveals free cysteine residues. A cysteine reactive dye is added which binds to the unfolded protein and acts as a FRET or BRET acceptor to produce a fluorescent signal. Ligand binding can thermally stabilize the protein resulting in a lower signal.

  7.4. 放大发光邻近均相检测（AlphaScreen）

  与FRET和BRET类似，AlphaScreen检测同样涉及从供体到受体的能量转移。在AlphaScreen中，两个目标分子分别与供体微珠和受体微珠结合，当两者靠近时会发生能量转移，产生化学发光信号（图36）。供体微珠含有光敏剂（能够吸收光并改变化学反应进程的化合物），在680 nm光激发下，受激发的光敏剂将氧气转化为单线态氧。单线态氧从供体微珠扩散，并将能量转移至含有系列有机染料的受体微珠，从而产生光发射。单线态氧在溶液中的半衰期有限，因此仅能短距离扩散后被淬灭，这一特性实现了AlphaScreen基于距离的检测功能。

Figure 36. Principle of competitive Alpha assays. Proximity of a photosensitizer bead and acceptor dye bead results in chemiluminescence by energy transfer from singlet oxygen which is formed at the photosensitizer donor bead.

  AlphaLISA和AlphaPlex变体技术通过使用改良的受体微珠（可在不同波长发射光）得以开发。自问世以来，Alpha技术系列已被证明适用于高通量筛选（HTS），包括针对具有挑战性的蛋白质-蛋白质相互作用（PPI）抑制剂的筛选。

  8. Other Binding Assays

  8.1.荧光偏振（FP）检测

  在FP结合实验中，偏振光用于激发连接在配体上的荧光探针；探针发射光的偏振度取决于染料分子的旋转自由度（图37）。

Figure 37. Principle of an FP assay where fluorescent dyes attached to a ligand are excited by polarized light. a) Freely rotating dyes in solution emit depolarized light while b) dyes on ligands bound to proteins do not lose the polarization of emitted light. c) Competition experiments in FP assays enable ligands without a fluorescent label to be screened.

  此类FP检测方法的一个主要局限是需要对配体进行标记，这可能影响其结合特性。在筛选过程中，通常采用竞争实验模式：带有染料的报告配体会被结合力更强的待测配体所取代（图37c），从而使FP检测可用于高通量筛选（HTS）。FP检测对细胞裂解液中的蛋白结合事件也具备足够的检测灵敏度。与其他荧光检测方法类似，若出现聚集现象，FP检测也可能产生假阳性结果。

  8.2. 光谱位移（SS）检测

 光谱位移技术于2022年首次开发，通过近红外荧光标记的蛋白质来测量配体结合时荧光的微小变化。当配体结合时，染料分子微环境发生的细微变化会导致荧光光谱发生蓝移或红移（图38a）。该技术使用光电倍增管测量两个预设波长处的荧光强度比值，从而提升检测灵敏度，并通过配体滴定实验测定KD值（图38b）。

Figure 38. a) In spectral shift assays, subtle changes in fluorescence emission spectra of a dye labeled to the protein of interest that occur on ligand binding are measured. b) The ratio of two separate wavelengths at different ligand concentrations is plotted to determineKD.

  8.3. 流动诱导分散分析（FIDA）

  溶液中分子的大小会影响其径向扩散性，从而改变其分散程度。在FIDA测量中，蛋白质-配体复合物溶液通过细毛细管，并随时间测量荧光信号（图39）。较大的分子会表现出更大程度的扩散，FIDA利用这一现象直接测量颗粒的流体动力学半径。Fidabio公司已在FIDA Neo仪器中商业化该技术，该仪器不仅可直接测量KD值，还能在无需固定化的情况下测定动力学参数k_on和k_off。

Figure 39. a) Large and small molecules diffuse differently when undergoing laminar flow through a capillary. b) Fluorescence over time is monitored, larger molecules diffuse at a faster rate so have a different shaped signal.

  8.4. 放射性配体结合实验

  放射性配体结合实验于2005年首次实现微型化，现已成为监测细胞表面受体药物靶标结合的常用方法。该技术通过检测含放射性标记配体的亲和力，可用于测定KD值以及细胞或组织中受体的密度，同时还能解析结合机制和速率常数。放射性配体通常采用135I或3H标记，也可使用35S、32P或33P同位素。

   在竞争实验模式下，通过监测报告分子的置换情况（图40），可实现未标记小分子配体的高通量筛选。辉瑞公司在Maraviroc的发现过程中，曾运用该技术筛选超过50万种化合物库。除受体研究外，放射性配体结合实验同样适用于离子通道结合特性分析。需注意的是，操作放射性标记配体时必须采取相应的安全防护措施。

Figure 40. A competitive radioligand binding assay. Reporter radioligands are bound to receptors on a cell surface. Addition of a ligand displaces the radiolabeled ligand. Bound and free ligands are separated and the radioactivity of the unbound radioligands is measured.

  8.5. 荧光显微成像技术（FM）

  多种能在蛋白-配体结合时产生荧光信号的技术，均可通过荧光显微镜实现对活细胞内靶标结合的成像观测（图41）。例如：当加入已知抑制剂时，Nanoluciferase标记的HDAC1蛋白与带有BRET受体的报告配体之间的BRET信号会被关闭；通过持续监测荧光信号随时间的变化，还可测定配体驻留时间。

Figure 41. Imaging with fluorescence microscopy can be used to monitor target engagement in cells in real time.

  9. 化学蛋白质组学Chemoproteomics

  本文迄今讨论的所有方法均针对单一目标蛋白的配体相互作用进行分析。而化学蛋白质组学则能在生命系统（全蛋白质组）层面监测药物-靶标相互作用，正为药物研发开启新范式。该技术是靶标去卷积的强效工具：当通过疾病模型的表型药物筛选发现具有未知作用机制的活性化合物后，可精确鉴定该分子相互作用的蛋白质。在基于靶点的药物发现中，化学蛋白质组学可用于识别潜在药物靶点（包括既往认为"不可成药"的靶点）的新化学分子。

  生命系统中蛋白质-配体相互作用的分析可采用传统蛋白质组学技术（如凝胶电泳），但基于质谱（MS）的工作流程改进现已实现数小时内完成全蛋白质组筛查。亲和力蛋白质组分析（ABPP）需在配体上引入报告基团以实现结合/未结合蛋白的分离，但这种标记可能影响配体结合特性及其理化性质。目前已开发无标记方法（如热蛋白质组分析TPP、药物亲和响应靶标稳定性DARTS和蛋白质氧化速率稳定性SPROX），虽避免标记带来的弊端，但某些情况下仅适用于细胞裂解液而非活细胞。

  9.1. 亲和力蛋白质组分析（ABPP）

  ABPP通过对比实验组与对照组的蛋白质"亲和富集"程度，鉴定配体在细胞孵育后结合的靶标蛋白。需注意的是，活细胞裂解提取蛋白混合物会导致非共价配体解离，因此活细胞ABPP主要适用于两类配体：（1）共价药物；（2）带有光亲和标签（如二氮杂环丙烯）的可逆配体——该标签在光照下释放N2形成卡宾，可快速与配体相关蛋白反应（图42a）。但可逆结合配体仍可用于无裂解步骤的细胞裂解液实验，或活细胞中与工具化合物的竞争实验。除反应性共价结合基团外，ABPP所用配体还需修饰生物素或炔烃等亲和标签以便后续衍生化，从而实现配体结合/未结合蛋白的区分与分离（图42b）。与自下而上质谱（bottom-up MS）类似，蛋白质随后被蛋白酶消化为肽段，经LC-MS分离分析以获得样本中蛋白质的定量数据（图42c）。将此数据与对照组比较，可确定添加配体后各蛋白的富集程度。使用同量异位标签（如串联质量标签TMT）可同步分析多组蛋白质组实验，提高通量。值得注意的是，ABPP结合自下而上质谱蛋白质组学能揭示结合位点信息，因为质谱图中可见被配体共价修饰的特异性肽段。

Figure 42. a) In ABPP with live cells, ligands must be covalently bound to the protein, this can be achieved with covalent ligands or reversibly binding ligands with a photoaffinity group which on irradiation form covalent bonds to associated proteins. b) Reporter groups are required on the ligands in ABPP to enable the separation of proteins with ligands bound from nonbinding proteins. c) In ABPP, ligands containing a reporter group are incubated with cells where they form covalent interactions with their protein targets. The cells are then lysed, and the ligand binding proteins are separated from the resultant protein mixture by a mechanism specific to the reporter tag. The proteins are then digested with a protease and the fragments analyzed by LCMS which quantifies how much of each protein was in the digested protein mixture.

  ABPP可适用于基于片段的药物发现所需的灵敏度。最初该方法仅限于共价片段，但最近已成功应用光亲和标记片段，结合TMT试剂实现了6,000个可逆结合片段的全蛋白质组筛选。通过该方法鉴定出近5万种片段-蛋白质相互作用，这一庞大数据集为训练AI建模工具提供了基础，可用于预测新型片段的混杂性及潜在蛋白靶标类别。

  9.2. 热蛋白质组分析（TPP）

  TPP是一种无标记化学蛋白质组学方法，结合了细胞热转移实验（CETSA）和基于质谱的蛋白质组学概念。该方法能在活细胞全蛋白质组水平分析配体结合对熔解温度的影响。与CETSA类似，TPP基于蛋白质变性后变为不溶性从而可与可溶性完整蛋白分离的原理。TPP的实验流程与CETSA相同：配体与活细胞孵育后，通过温度变化诱导蛋白质变性。不同之处在于，TPP通过质谱可定量蛋白质组中每种完整蛋白的含量，而不仅限于单一靶标。需注意的是，配体引起的熔解温度变化可能较微弱，可能导致假阴性结果。通过交叉分析细胞提取物与完整细胞的温度谱，TPP能区分配体引起的蛋白稳定性变化是源于直接结合还是下游效应。

  9.3. 药物亲和响应靶标稳定性（DARTS）

  配体结合可增强蛋白质对抗蛋白酶解的能力。DARTS实验中，配体与细胞裂解液孵育后，未被配体稳定的蛋白质被酶解分离，从而观察到完整蛋白（图43）。DARTS最初通过凝胶电泳和染色进行分析，现也已采用质谱检测。与TPP相似，DARTS的优势在于无需标记配体或蛋白质，实验设置相对简单。虽然在活细胞中进行DARTS可观察细胞膜渗透及下游效应，但由于细胞裂解会导致可逆配体丢失，加之某些蛋白丰度过低，该方法目前在活细胞中的应用仍存在困难。

Figure 43. In DARTS, ligands are incubated with cell lysate and the resultant mixture is subjected to proteolysis conditions. Proteins with bound ligands are generally more stable to proteolysis, and the amount of whole protein remaining can be monitored by gel electrophoresis or MS.

  尿素的添加可诱导蛋白质解折叠，从而增加其对蛋白酶解的敏感性。在一种与DARTS相关的称为脉冲蛋白酶解（PP）的技术中，配体的加入能够稳定蛋白质抵抗这种尿素诱导的蛋白酶解。类似地，其他通过特定条件下蛋白酶解稳定性来探测蛋白质-配体结合的方法也已被报道。

  9.4. 蛋白质氧化速率稳定性（SPROX）

  与DARTS类似，SPROX分析配体结合时蛋白质的反应稳定性。DARTS观察的是蛋白酶解稳定性，而SPROX观察的是在化学变性剂浓度递增条件下，蛋白质中甲硫氨酸残基被过氧化氢氧化难易程度的变化（无论是否存在配体）。该方法可用于测定吉布斯自由能变化以及配体的KD值。SPROX的结果最初通过电喷雾或MALDI质谱确定，而现在可采用自下而上蛋白质组学质谱结合TMT标记来提高灵敏度和通量。

  10.结论与展望

  随着新技术使药物研发科学家能够分离和测试单一蛋白质，以及对各种疾病作用机制（MoA）认识的深入，基于靶点的药物发现（TBDD）已成为药物研究中最重要的策略。TBDD实现了新药的理性设计，理论上加速了创新药物的发现。因此，大量技术应运而生，用于量化目标分离蛋白的药物-靶标结合程度。然而，分离蛋白是生命系统的极度简化模型，在更复杂的细胞系统中确认药物-靶标结合的重要性不容低估，因此许多检测方法也被开发用于活细胞研究。化学蛋白质组学的进步使得我们能够在全细胞蛋白质组水平监测靶标结合。随着通量、灵敏度以及基于AI的数据分析的改进，化学蛋白质组学可能在药物发现中发挥越来越重要的作用。其在化合物筛选中的应用将不断增长，特别是如果能更轻松、准确地鉴定非共价结合物。

  这里讨论的方法为药物发现提供了丰富的工具包，用于测定蛋白质-配体结合的热力学、动力学和结构参数。每种方法都有独特的优势、权衡和适用性水平，应根据具体药物发现项目和目标蛋白的特点进行评估。这些检测方法体现了科学界为克服疾病治疗药物开发过程中所面临挑战所付出的努力、想象力和创新思维。

  对于Target Engagement，作为药物研发科学家来说，首先需要知道有哪些方法可用，用到的时候再去关注细节。这是本系列最后一篇，需要原始文献者可以加入文末微信群，可以提供参考文献。

  前篇链接：

  早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(一)

  早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(二): 热分析技术

  早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(三): 生物传感技术

  早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(四): 质谱技术

  早期药物研发中的靶标结合(Target Engagement)(五): NMR核磁共振技术

  本文主要内容来源于JMC文章，由于篇幅比较长，将分成多个部分（其中本部分为第二部分），每个部分聚焦一类技术，希望为药物研发科学家提供一个全面的工具集合，在项目研发中选择使用。

  Refenrence：

  https://pubs.acs.org/doi/10.1021/acs.jmedchem.4c03115